https://doi.org/10.52973/rcfcv-e34490
Received: 15/07/2024 Accepted: 12/10/2024 Published: 23/12/2024
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Revista Científica, FCV-LUZ / Vol. XXXIV, rcfcv-e34490
RESUMEN
Las betalactamasas de espectro extendido (BLEE) son enzimas
bacterianas que coneren resistencia a antibióticos betalactámicos,
como penicilinas y cefalosporinas de diversas generaciones,
a excepción de cefamicinas y carbapenémicos. Estas enzimas
pueden ser inhibidas por el ácido clavulánico. Aunque inicialmente
se asociaron con Klebsiella pneumoniae, actualmente Escherichia
coli es uno de los principales productores de BLEE en ambientes
hospitalarios y comunitarios. Las cepas de E. coli productoras
de BLEE están clasificadas como patógenos prioritarios por la
Organización Mundial de la Salud (OMS) debido a su capacidad de
desarrollar resistencia a múltiples antibióticos (MDR). Este fenómeno
se debe a la transmisión de genes mediante plásmidos, lo que facilita
su diseminación entre humanos y animales. El contacto estrecho
entre humanos y perros domésticos es un posible factor de riesgo
para la diseminación de estas cepas multirresistentes. A nivel mundial,
se estima que alrededor del 6,9 % de los perros son portadores de E.
coli productora de BLEE, mientras que en Ecuador, algunos estudios
han reportado presencia de E. coli productora de BLEE hasta un 40 %
en muestras fecales de caninos. Este estudio se centró en evaluar la
prevalencia de cepas de E. coli productoras de BLEE en 114 perros
atendidos en la Clínica Veterinaria de la Universidad de Machala. Las
muestras se tomaron mediante hisopados rectales y fueron cultivadas
en agar cromogénico, lo que permitió identicar 39 cepas de E. coli
productoras de BLEE, representando un 34,2 % del total. Las cepas
mostraron alta resistencia a monobactámicos, cefalosporinas y
tetraciclinas, aunque todas fueron sensibles a carbapenémicos como
imipenem y meropenem. Estos hallazgos destacan la necesidad de
una mayor vigilancia de la resistencia antimicrobiana en animales
domésticos, ya que el uso indiscriminado de antibióticos en medicina
veterinaria podría estar contribuyendo a la selección de cepas
resistentes, con implicaciones importantes para la salud pública.
Palabras clave: Enterobacterias; Escherichia coli; BLEE; resistencia
bacteriana; betalactámicos
ABSTRACT
Extended-spectrum beta-lactamases (ESBLs) are bacterial
enzymes that confer resistance to beta-lactam antibiotics, such
as penicillins and cephalosporins of various generations, with the
exception of cephamycins and carbapenems. These enzymes can
be inhibited by clavulanic acid. Although initially associated with
Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli is now one of the main ESBL
producers in both hospital and community environments. ESBL-
producing E. coli strains are classied as priority pathogens by
the World Health Organization (WHO) due to their ability to develop
resistance to multiple antibiotics (MDR). This phenomenon is driven
by gene transmission via plasmids, which facilitates their spread
between humans and animals. Close contact between humans and
domestic dogs is a potential risk factor for the dissemination of these
multidrug-resistant strains. Globally, it is estimated that around
6,9% of dogs carry ESBL-producing E. coli, while in Ecuador, some
studies have reported the presence of ESBL-producing E. coli in
up to 40% of fecal samples from canines. This study focused on
evaluating the prevalence of ESBL-producing E. coli strains in 114 dogs
treated at the Veterinary Clinic of the University of Machala. Samples
were collected via rectal swabs and cultured on chromogenic agar,
which allowed for the identication of 39 ESBL-producing E.coli
strains, representing 34,2% of the total. These strains exhibited
high resistance to monobactams, cephalosporins, and tetracyclines,
although all were sensitive to carbapenems such as imipenem
and meropenem. These ndings highlight the need for increased
surveillance of antimicrobial resistance in domestic animals, as
the indiscriminate use of antibiotics in veterinary medicine may be
contributing to the selection of resistant strains, with signicant
implications for public health.
Key words: Enterobacteriaceae; Escherichia coli; ESBL; bacterial
resistance; beta-lactams
Cepas de Escherichia coli productoras de BetaLactamasas de Espectro
Extendido en heces de caninos
Extended-Spectrum Beta-Lactamase-producing Escherichia coli isolates in feline fecal samples
Norma Alelia Rodríguez-Duran
1
, Raquel Estefanía Sánchez-Prado
2
, Jhonny Edgar Pérez-Rodríguez
3
, Brandon Joao Lascano-Domínguez
3
,
Johon Armando Luna-Florin
3
, Ana Elizabeth Guerrero-Lopez
3
, Samantha Guzmán-Pucha
3
, Robert Gustavo Sánchez-Prado
3,4
*
1
Universidad Técnica de Machala, Programa de Maestría en Medicina Veterinaria. Machala, El Oro, Ecuador.
2
Universidad Técnica de Machala, Carrera de Bioquímica y Farmacia. Machala, El Oro, Ecuador.
3
Universidad Técnica de Machala, Escuela de Medicina Veterinaria. Machala, El Oro, Ecuador.
4
Universidad Federal de Pará, Programa de Posgraduación en Salud Animal de la Amazonia. Castañal, Pará, Brasil.
*Autor para correspondencia: rgsanchez@utmachala.edu.ec
E. coli productoras de BLEE en heces de caninos / Rodríguez-Duran y cols. ________________________________________________________
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INTRODUCCIÓN
Las betalactamasas de espectro extendido (BLEE) son enzimas
que han evolucionado a partir de las beta-lactamasas plasmídicas
más primitivas, que tenían un espectro de acción más limitado.
Estas enzimas son capaces de hidrolizar cefalosporinas de primera,
segunda, tercera y cuarta generación, así como penicilinas y
aztreonam. No obstante, no tienen actividad contra cefamicinas
(como la cefoxitina) ni contra carbapenémicos. Además, su acción
puede ser inhibida por compuestos que bloquean la actividad de las
betalactamasas, como el ácido clavulánico [1, 2].
La presencia de BLEE ha sido principalmente detectada en bacterias
de la familia Enterobacteriaceae. Inicialmente se presentaba con
mayor frecuencia en microorganismos del género Klebsiella; sin
embargo, a lo largo de la década del 2000 se destaca de manera
signicativa bacterias Escherichia coli como productoras de BLEE,
con informes de aislamientos tanto en entornos hospitalarios, como
en la comunidad [2, 3].
Las bacterias que generan enzimas BLEE son identicadas como
uno de los patógenos críticos prioritarios según la Organización Mundial
de la Salud (OMS) [4]. Los genes responsables de las BLEE pueden
clasicarse en diversas familias: blaTEM, blaSHV, blaCTX–M [5].
Las enterobacterias son naturalmente sensibles a diversas clases
de antibióticos, pero la adquisición progresiva de genes de resistencia
ha dado lugar a la aparición de cepas con un fenotipo de resistencia a
múltiples antibióticos (por sus siglas en inglés, MDR) [6]. El empleo de
cefalosporinas de amplio espectro en animales podría ser un factor
de selección de bacterias portadoras de BLEE [7], siendo estos
antibióticos los más frecuentemente indicados en pequeños animales
[8, 9]. En 2017, la OMS publicó una lista de patógenos prioritarios,
destacando la E. coli productora de BLEE. Esta lista resalta la
urgente necesidad de desarrollar nuevos antibióticos para combatir
el creciente problema global de la resistencia antimicrobiana [10].
Escherichia coli desempeña un papel signicativo como reservorio
de genes que codican múltiples resistencias a antibióticos [11]. Los
genes asociados a las BLEE suelen ser codicados por plásmidos
y tienen la capacidad de transferirse fácilmente a otras bacterias
mediante la conjugación, incluso entre especies distintas, existen
pruebas que respaldan la propagación zoonótica [12, 13], incluyendo
el riesgo de infección asociado a la convivencia con animales [14].
Las enterobacterias tienen la capacidad de desarrollar resistencia
a los antibióticos mediante la transferencia horizontal de genes de
resistencia, facilitada por plásmidos [12]. Los perros domésticos
(Canis lupus familiaris), al mantener una proximidad signicativa
con el humano, podrían desempeñar una función de importancia en
la propagación de bacterias MDR [15, 16].
El perro comparte una estrecha convivencia con su dueño, llegando
incluso a compartir el espacio de la vivienda y la cama [17, 18].
Asimismo, se indica que la tenencia de perros podría considerarse
como un posible factor de riesgo para la presencia de BLEE en los
propietarios [19]. Ante esto, es de interés investigar en qué medida
las heces de los perros podrían contener cepas de E. coli zoonóticas
y multirresistentes, y entender cómo esto inuye en las vías de
transmisión en el ámbito de la salud pública [20].
A nivel global, se estima que alrededor del 6,9 % de los perros
son portadores de E. coli productora de BLEE [21]. En Ecuador,
existen limitados estudios sobre la prevalencia y distribución de
E. coli multirresistentes. En un parque de Quito, se identicó E. coli
resistente a múltiples antibióticos en el 40 % de las muestras fecales
caninas, y la presencia de E. coli productora de BLEE, denotando
la importancia de la vigilancia de la resistencia antimicrobiana en
las heces de perros en entornos públicos [22]. En otro estudio en
entornos rurales de Ecuador se encontró que el 13 % de las muestras
fecales de perros contenían E. coli productora de BLEE [23].
El objetivo de este trabajo fue identicar, mediante metodología
fenotípica, la frecuencia porcentual de cepas de Escherichia coli
productoras de betalactamasas de espectro extendido (BLEE) en
hisopados rectales de caninos, así como determinar su perl de
susceptibilidad antimicrobiana.
MATERIALES Y MÉTODOS
En este estudio se seleccionaron 114 pacientes caninos que
acudieron por atención medica en la Clínica docente de especialidades
veterinarias de la Universidad de Machala, Ecuador entre agosto y
octubre de 2023, en. Se tomaron hisopados rectales que fueron
colocados en medio Stuart, y mantenidos a 4°C en un refrigerador
(Indurama, modelo RI-405CD, Ecuador), hasta su procesamiento en
el Laboratorio de Microbiología de la Universidad Técnica de Machala.
Las muestras recolectadas se sembraron mediante estrías
compuestas en un agar cromogénico (CHROMagar
TM
ESBL), medio de
cultivo selectivo que facilita la detección de bacterias productoras de
BLEE al inhibir el crecimiento de otras bacterias, con una sensibilidad
del 97 %. Las placas de Petri se colocaron en una incubadora
microbiológica (marca Becktron, modelo BKI-45L, India), a 35 ± 2°C
durante 18-24 horas, las colonias de color rojo sugieren la presencia
de E. coli BLEE.
Identicación bioquímica
La identicación bioquímica se realizó a partir de las colonias rojas
contenidas en Agar Mueller Hinton. Para conrmar que pertenecían
a cepas de enterobacterias, se llevaron a cabo pruebas de oxidasa
y catalasa, además de la tinción de Gram para su caracterización.
Especícamente, la identicación de las cepas de E. coli se llevó a
cabo utilizando la galería Enterosystem 18R. Este sistema permite la
identicación de diversas Enterobacteriaceae, incluyendo Escherichia
spp., Enterobacter spp., Klebsiella spp., Proteus spp., Salmonella spp.,
Citrobacter spp., Arizona spp., Yersinia spp. y Serratia spp.
Para las bacterias que resultaron oxidasas negativas, bacilos
Gram negativos se realizó una dilución en solución salina estéril y se
colocaron en los pocillos del Enterosystem 18R, incubadas a 36 ± 1°C
siguiendo las instrucciones del fabricante.
Prueba de doble disco
La prueba de doble disco se realizó mediante la dilución de las cepas
a una turbidez de 1,5 × 10
8
Macfarland en un densitómetro (Biosan,
Den 1, Letonia), seguido por la realización del test de susceptibilidad
y resistencia antimicrobiana mediante el método de Kirby-Bauer
en Agar Mueller Hinton, de acuerdo con las pautas del Clinical and
Laboratory Standards Institute (CLSI – M100 – Performance Standards
for Antimicrobial Susceptibility Testing | GlobalSpec, s.f.), utilizando
ceftazidima (30 μg), cefotaxima (30 μg), ceftazidima más ácido
clavulánico (30/10 μg) y cefotaxima más ácido clavulánico (30/10 μg).
La interpretación de las zonas de inhibición fue mediante diámetros
menores o iguales a 22 mm para cefotaxima (CTX) y menores o iguales
TABLA I
Crecimiento de colonias en agar cromogénico (CHROMagar TM ESBL)
Código de
muestra
Color de colonia Bacteria probable
1 Roja
Escherichia coli
2 Roja E. coli
3 Azul Metalico Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter
4 Roja E. coli
5 Azul Metalico Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter
6 Roja E. coli
7 Roja E. coli
8 Roja E. coli
9 Crema Opaco Acinetobacter
10 Roja E. coli
11 Roja E. coli
12 Roja E. coli
13 Crema Opaco Acinetobacter
14 Roja E. coli
15 Roja E. coli
16 Roja E. coli
26 Roja E. coli
27 Roja E. coli
28 Roja E. coli
29 Roja E. coli
30 Roja E. coli
32 Roja E. coli
38 Roja E. coli
57 Roja E. coli
58 Roja E. coli
59 Azul Metalico Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter
60 Roja E. coli
62 Roja E. coli
63 Roja E. coli
64 Roja E. coli
65 Azul Metalico Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter
65 Roja E. coli
66 Roja E. coli
68 Roja E. coli
69 Roja E. coli
70 Crema Opaco Acinetobacter
71 Crema Opaco Acinetobacter
73 Crema Opaco Acinetobacter
73 Roja E. coli
74 Crema Opaco Acinetobacter
74 Azul Metalico Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter
75 Roja E. coli
76 Crema Opaco Acinetobacter
79 Roja E. coli
85 Roja E. coli
87 Roja E. coli
89 Crema Opaco Acinetobacter
90 Azul Metalico Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter
91 Roja E. coli
93 Roja E. coli
95 Roja E. coli
96 Azul Metalico Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter
96 Crema Opaco Acinetobacter
97 Azul Metalico Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter
98 Azul Metalico Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter
99 Azul Metalico Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter
100 Azul Metalico Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter
102 Roja E. coli
105 Crema Opaco Acinetobacter
107 Roja E. coli
109 Roja E. coli
110 Crema Opaco Acinetobacter
111 Azul Metalico Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter
113 Roja E. coli
114 Crema Opaco Acinetobacter
FIGURA 1. Crecimiento de colonias de color rojo en Agar cromogénico
CHROMagar TM ESBL compatibles con cepas de Escherichia coli
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a 17 mm para ceftazidima (CAZ) y una diferencia de 5 mm de halo
de inhibición en los discos de ceftazidima más ácido clavulánico
(CAZ/CLA), cefotaxima más ácido clavulánico (CTX/CLA), que sugiere
la presencia de bacterias productoras de BLEE [24].
Perl de susceptibilidad
Se eligieron antibióticos representativos de cada familia y
comúnmente utilizados en la práctica veterinaria para determinar
el perl de susceptibilidad. Se emplearon 9 antimicrobianos mediante
la técnica de difusión en agar de Kirby-Bauer. Este procedimiento
se llevó a cabo conforme a las indicaciones del CLSI [24]. Los
antimicrobianos incluidos fueron Aztreonam (30 μg), Cefepime
(30 μg), Doxiciclina (30 μg), Ciprooxacino (5 μg), Sulfametoxazol
Trimetropin (1,25 / 23,75 μg), Nitrofurantoina (300 μg), Gentamicina
(10 μg), Imipenem (10 μg) y Meropenem (10 μg). La susceptibilidad y
resistencia fueron clasicadas siguiendo las directrices del CLSI [24].
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Las colonias de color rojo oscuro sugieren la presencia de E. coli
BLEE, obteniendo como resultado 41 muestras con colonias positivas
Además, se identicaron 12 muestras con colonias de color azul
metálico compatibles con Klebsiella, Enterobacter y Citrobacter BLEE,
y 12 de color crema opaco compatibles con Acinetobacter BLEE
(TABLA 1 y FIG. 1).
FIGURA 2. Panel de prueba bioquímica Enterosystem 18R. Los resultados de las
18 reacciones fueron compatibles con cepas de Escherichia coli
Tabla II
Resultados de prueba de difusión de doble disco
Código de
colonia
CTX CTX / CLA CAZ CAZ / CLA Resultado
S ≥ 26
≥ 5 mm
S ≥ 21
≥ 5 mm
Positivo
R ≤ 22 R ≤ 17 Negativo
E. coli 1
7 16 8 17 Positiva
E. coli 2
7 20 7 16 Positiva
E. coli 4
6 20 8 18 Positiva
E. coli 6
7 23 11 19 Positiva
E. coli 7
9 22 12 22 Positiva
E. coli 8
8 19 17 20 Positiva
E. coli 10
10 18 13 19 Positiva
E. coli 11
9 17 14 18 Positiva
E. coli 12
22 21 21 25 Negativa
E. coli 14
7 22 11 17 Positiva
E. coli 15
12 18 23 25 Positiva
E. coli 16
8 23 13 19 Positiva
E. coli 26
14 25 9 18 Positiva
E. coli 27
19 26 11 19 Positiva
E. coli 28
8 21 11 17 Positiva
E. coli 29
7 17 13 18 Positiva
E. coli 30
23 29 19 24 Positiva
E. coli 32
11 19 14 20 Positiva
E. coli 38
7 20 9 17 Positiva
E. coli 57 12 20 24 20 Positiva
E. coli 58 9 19 16 16 Positiva
E. coli 60 11 19 15 17 Positiva
E. coli 62 11 26 23 25 Positiva
E. coli 63 7 25 16 23 Positiva
E. coli 64 9 27 12 20 Positiva
E. coli 65 9 30 18 20 Positiva
E. coli 66 13 30 25 25 Positiva
E. coli 68 12 30 22 22 Positiva
E. coli 69 11 29 17 18 Positiva
E. coli 73 12 24 17 20 Positiva
E. coli 75 19 20 22 26 Negativo
E. coli 79 16 27 26 26 Positiva
E. coli 85 8 24 12 16 Positiva
E. coli 87 10 25 20 27 Positiva
E. coli 91 9 22 14 15 Positiva
E. coli 93 8 20 18 28 Positiva
E. coli 95 8 23 7 23 Positiva
E. coli 102 20 23 10 23 Positiva
E. coli 107 10 26 14 17 Positiva
E. coli 109 13 28 18 19 Positiva
E. coli 113 10 22 20 27 Positiva
FIGURA 3. Prueba de difusión de doble disco BLEE positiva. Los discos CTX,
CAZ muestran resistencia y en el disco con ácido clavulánico muestra un halo
de inhibición mayor a 5 mm. Disco CAZ (30 μg): ceftazidima, disco CTX (30
μg): Cefotaxima, disco CAZ/CLA: ceftazidima más ácido clavulánico CTX/CLA:
cefotaxima más ácido clavulánico
E. coli productoras de BLEE en heces de caninos / Rodríguez-Duran y cols. ________________________________________________________
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Las 41 colonias de color rojo obtenidas del agar cromogénico
evaluadas mediante el sistema bioquímico Enterosystem 18R (FIG.2),
demuestran que son indicativas de E. coli.
De las 41 colonias rojas que se desarrollaron en el Agar Cromogénico,
39 dieron positivo para BLEE utilizando la metodología de doble disco
(TABLA 2 y FIG. 3), lo que indica una sensibilidad del 95 %.
TABLA III
Susceptibilidad antimicrobiana en cepas de Escherichia coli
BLEE (n = 39) aislados de hisopados rectales de caninos
Categoría Antibiótico
Heces de caninos n = 39 (%)
Resistente Intermedio Sensible
Monobactámicos Aztreonam 35 (90) 3 (8) 1 (2)
Cefalosporinas Cefepime 32 (82) 1 (3) 6 (15)
Tetraciclinas Doxiciclina 19 (49) 9 (23) 11 (28)
Fluoroquinolonas Ciprooxacino 18 (46) 8 (21) 13 (33)
Sulfonamidas
Sulfametoxazol
– Trimetropin
17 (43) 8 (21) 14 (36)
Nitrofuranos Nitrofurantoina 11 (28) 5 (13) 23 (59)
Aminoglucósidos Gentamicina 11 (28) 5 (13) 23 (59)
Carbapenémicos Imipenen 0 (0) 1 (3) 38 (97)
Carbapenémicos Meropenem 0(0) 0 (0) 39 (100)
TABLA IV
Perles de resistencia antimicrobiana para cepas de Escherichia
coli
BLEE. (n=39) aislados de hisopados rectales de caninos
Hisopados
N %
ATM / FEP / STX
16 14
ATM / FEP / DO
15 13
ATM / FEP / CIP
15 13
ATM / FEP / F
10 9
ATM / FEP / CN
10 9
ATM / FEP / DO / CIP
9 8
ATM / DO / CIP
9 8
FEP / DO / CIP
9 8
ATM / FEP / DO / CIP / STX
7 6
DO / CIP / STX
7 6
CIP / STX / CN
5 4
ATM / FEP / DO / CIP / STX / F / CN
2 2
ATM: aztreonam, FEP: cefepime, DO: doxiciclina, CIP: ciprooxacina, STX: trimetropina
sulfametoxazol: F: nitrofurantoina, CN: Gentamicina
Tabla V
Distribución de pacientes positivos con Escherichia coli productora de
BLEE según estado de salud y su relación con el perl de resistencia
Código de
colonia
Estado salud
paciente:
Sano / Enfermo
FEP SXT CIP DO IMP F CN MEM ATM
E. coli
1 Enfermo R R R R S R R S R
E. coli 2 Enfermo R R I R S S S S R
E. coli 4 Enfermo R R R R S S S S R
E. coli 6 Enfermo R R R I S S S S R
E. coli 7 Enfermo R S I S S S S S R
E. coli 8 Enfermo S S S R S S S S R
E. coli 10 Enfermo R R S S S R S S R
E. coli 11 Enfermo R R I I I R I S R
E. coli 14 Enfermo R S S S S I S S R
E. coli 15 Sano S I R R S S S S R
E. coli 16 Enfermo R R R I S R S S R
E. coli 26 Enfermo R R I S S S S S R
E. coli 27 Enfermo R R S I S S S S R
E. coli 28 Enfermo S S I R S I S S I
E. coli 29 Enfermo R S R R S R R S R
E. coli 30 Enfermo R R R R S S S S R
E. coli 32 Enfermo R I R I S R S S R
E. coli 38 Enfermo I I R S S R R S R
E. coli 57 Enfermo R S S I S S R S R
E. coli 58 Enfermo R S S S S S S S R
E. coli 60 Sano R S S S S R S S R
E. coli 62 Enfermo R R R R S S R S R
E. coli 63 Enfermo R I R R S R I S R
E. coli 64 Enfermo R R R R S I R S R
E. coli 65 Enfermo R I S R S S I S R
E. coli 66 Enfermo S R S I S I I S I
E. coli 68 Enfermo R I R R S S S S R
E. coli 69 Enfermo R R R R S S S S R
E. coli 73 Enfermo R R I S S S S S R
E. coli 79 Sano S S S S S S S S I
E. coli 85 Enfermo S I R R S I S S S
E. coli 87 Enfermo R S S S S S S S R
E. coli 91 Enfermo R R R I S S R S R
E. coli 93 Enfermo R S R I S S R S R
E. coli 95 Enfermo R R R R S R R S R
E. coli 102 Sano R S S S S R S S R
E. coli 107 Enfermo
R S I R S S I S R
E. coli 109 Enfermo
R I I R S S R S R
E. coli 113 Enfermo R S S R S S R S R
S: Sensible, I: Intermedio, R: Resistente
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La TABLA III muestra la susceptibilidad antimicrobiana de cepas de
E. coli BLEE aisladas de hisopados rectales de caninos (n=39). Destaca
una alta resistencia a monobactámicos, cefalosporinas y tetraciclinas,
mientras que todos los aislados son sensibles a carbapenémicos. Los
resultados subrayan la marcada resistencia en diversos antibióticos,
con excepción de los carbapenémicos.
La Tabla V presenta la distribución de Escherichia coli productora de
betalactamasas de espectro extendido (BLEE) en pacientes, clasicando
los aislamientos según su estado de salud (sano o enfermo) y su perl
de resistencia a diversos antimicrobianos. De los 39 aislamientos
analizados, 35 provienen de pacientes enfermos y 4 de pacientes sanos.
La mayoría de las cepas muestran resistencia signicativa a antibióticos
de amplio uso, como cefepime (FEP), sulfametoxazol-trimetoprima (SXT),
ciprooxacina (CIP) y doxiciclina (DO). Sin embargo, la sensibilidad a
imipenem (IMP) y meropenem (MEM) fue notablemente alta, lo que sugiere
que los carbapenémicos continúan siendo una opción terapéutica ecaz
frente a estas cepas multirresistentes.
La TABLA IV muestra los 12 perles de resistencia más comunes
para cepas de E. coli productoras de BLEE aisladas de hisopados
rectales de caninos. Los perles más frecuentes incluyen resistencia
a una combinación de Aztreonam (ATM), Cefepime (FEP), y
Trimetoprim/Sulfametoxazol (STX) en el 14 % de los casos, seguido
de combinaciones de ATM y FEP con doxiciclina (DO) y ciprooxacina
(CIP), presentes en el 13 % de los aislados.
E. coli productoras de BLEE en heces de caninos / Rodríguez-Duran y cols. ________________________________________________________
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Esta investigación identicó, mediante metodología fenotípica,
una frecuencia de E. coli productora de BLEE del 34,2 % (39/114) en
muestras de heces de caninos. Hallazgos similares se observaron
en perros sanos en Perú, donde se registró un 34 % (12/35) de
E.coli productora de BLEE [25]. Sin embargo, estos datos dieren
de los obtenidos en Chile, donde se reportó una frecuencia del
24,1 % (54/224) de E. coli aislada de hisopados rectales en caninos
clínicamente sanos [26]. En Argelia, la portación fecal de cepas
productoras de BLEE en perros saludables fue del 11,7 % (20/171) [27].
En este estudio, se evidencia que los antibióticos betalactámicos,
como el aztreonam, y el cefepime, muestran altos niveles de resistencia
en la mayoría de las cepas E. coli productora de BLEE, con tasas que
oscilan entre el 90 % y el 82 % respectivamente. Estas características
son típicas de la resistencia asociada a las BLEE, ya que estas enzimas
son capaces de inactivar penicilinas, cefalosporinas (incluidas las
de tercera y cuarta generación) y monobactámicos, pero no afectan
a los carbapenémicos, las enterobacterias productoras de BLEE
están ampliamente distribuidas no solo en entornos hospitalarios,
sino también en medicina ambulatoria, lo que reeja su creciente
presencia en el ámbito de salud [2].
En cuanto a otras clases de antibióticos fuera del grupo de los
betalactámicos, las cepas estudiadas mostraron una alta resistencia
a la doxiciclina, alcanzando un 49 %. De manera similar otros análisis
de susceptibilidad encontraron que la resistencia más común en
cepas de E. coli aisladas de perros sin hogar fue a la tetraciclina, con
un 70 % [28]. La doxiciclina es uno de los antibióticos más utilizados
en tratamientos empíricos de patologías en pequeñas especies, como
lo evidenció un estudio realizado en Chile [26].
Las tetraciclinas son una familia de antibióticos de amplio espectro,
valoradas por su ecacia, bajo costo y escasos efectos adversos,
lo que favorece su uso extendido en animales. En mascotas, la
doxiciclina es frecuentemente el antibiótico de elección para tratar
diversas patologías, siendo su empleo habitual. Sin embargo, esta
utilización masiva de antibióticos de la clase tetraciclina ha propiciado
la selección de bacterias resistentes, y su uso intensivo en la medicina
veterinaria ha derivado en una elevada prevalencia de resistencia a
la tetraciclina [29].
Al evaluar la susceptibilidad bacteriana a antibióticos como
los nitrofuranos y los inhibidores de la síntesis de folato, como el
trimetoprim-sulfametoxazol, este estudio encontró un 28 % (11 / 39)
de resistencia a la nitrofurantoína y un 43 % (17 / 39) a trimetoprim-
sulfametoxazol. Estos resultados revelan niveles de resistencia más
elevados en comparación con un estudio realizado en Chile, donde las
cepas evaluadas presentaron un 25,4 % de resistencia a trimetoprim-
sulfametoxazol (57 / 224) y resistencia nula a la nitrofurantoína en
cepas de E. coli aisladas de perros sanos (0 / 224) [26].
Al evaluar los tests de susceptibilidad para el grupo de antibióticos
quinolonas, las cepas aisladas mostraron un 46 % de resistencia a
ciprooxacina. Este resultado diere de del 20 % de resistencia a las
quinolonas en cepas de E. coli recuperadas de heridas [30]. En perros
sanos, reportó resistencias del 34,3 % para levooxacina y del 31,4 %
para noroxacina [25]. Sin embargo, en perros con cuadros diarreicos,
observó un 100 % de susceptibilidad a ciprooxacina [31]. Estas
drogas no deben ser utilizadas como antibióticos de primera línea,
y su uso debe estar respaldado por un cultivo y antibiograma [32].
Las uoroquinolonas son antimicrobianos de amplio uso tanto
en medicina humana como veterinaria, y debido a su importancia
terapéutica, han sido clasicadas como de relevancia crítica por
la WHOA y la OMS [33, 34].No obstante, su frecuente prescripción
ha ejercido una fuerte presión selectiva, favoreciendo la aparición
de cepas con susceptibilidad reducida. Estas cepas resistentes
han surgido en casi todas las especies frente a las cuales las
uoroquinolonas presentan actividad [35].
La resistencia a las uoroquinolonas está mediada por plásmidos
que, a su vez, portan genes que coneren resistencia a diversas clases
de antibióticos, como β-lactámicos, aminoglucósidos, cloranfenicol,
tetraciclinas, sulfonamidas, trimetoprin y rifampicina, por lo que
el uso de fluoroquinolonas promueve la co-selección de cepas
multirresistentes (MDR), lo que refuerza la hipótesis de que los aislados
de E. coli en perros sanos pueden representar una fuente relevante para
la diseminación de bacterias resistentes a múltiples antibióticos [26].
En el presente estudio, los aminoglucósidos fueron evaluados, y
se observó un 28 % de resistencia a la gentamicina en las bacterias
aisladas (11/39). Estos resultados contrastan con investigaciones
previas, en perros con cuadros diarreicos, donde el 95,9 % de las
cepas de E. coli aisladas mostraron resistencia a la gentamicina
[31]. De manera similar, se reportó un 65 % de resistencia a este
antibiótico en cepas de E. coli aisladas de heridas [30]. Además,
la gentamicina sigue siendo ampliamente utilizada en estudios
de vigilancia epidemiológica para la identicación de perles de
multirresistencia, debido a su alta correlación con la resistencia en
cepas nosocomiales [36].
Una bacteria se considera multirresistente (MDR) cuando muestra
resistencia a tres o más familias de antibióticos [6]. El análisis del
perl de susceptibilidad de las cepas de E. coli productoras de BLEE
reveló que nueve cepas presentaron resistencia a las familias de
quinolonas y tetraciclinas. Siete cepas mostraron resistencia a
quinolonas, tetraciclinas y sulfonamidas, mientras que cinco cepas
fueron resistentes a quinolonas, sulfonamidas y aminoglucósidos.
Además, dos cepas presentaron resistencia simultánea a quinolonas,
tetraciclinas, sulfonamidas y aminoglucósidos. Estos resultados
indican que las cepas de E. coli productoras de BLEE tienden a adquirir
resistencia a otras familias de antibióticos no β-lactámicos. Estos
hallazgos son consistentes con otros estudios de susceptibilidad
de E. coli productoras de BLEE, en los cuales el 8,57 % de las
cepas evaluadas mostraron resistencia a tres o cuatro grupos de
antibióticos, y el 14,28 % presentaron resistencia a seis grupos de
antibióticos [25].
Los resultados de este análisis de susceptibilidad antimicrobiana
revelan una resistencia del 0 % a los antibióticos del grupo de los
carbapenémicos, hallazgo que coincide con investigaciones previas
que también reportaron un 0 % de resistencia en cepas de E. coli
productoras de BLEE aisladas de la biopelícula de la cavidad oral de
pacientes con enfermedad periodontal [37].Otras investigaciones
reportaron bajos niveles de resistencia en cepas de E. coli productoras
de BLEE; específicamente, solo el 2,74 % mostró resistencia a
meropenem y el 5,48 % a imipenem [38].
La vigilancia epidemiológica continua de las Enterobacterias
productoras de BLEE es crucial y debe llevarse a cabo de manera
permanente. Es importante tener en cuenta no solo el transporte
intestinal de bacterias resistentes por parte de los perros, que pueden
actuar como portadores, sino también la duración de esta colonización
[39]. Diversos estudios han evidenciado una alta prevalencia de
enterobacterias productoras de BLEE en perros domésticos sanos,
aunque la colonización suele ser transitoria [39, 40].
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La resistencia nula a los carbapenémicos es un hallazgo alentador,
pero la presencia signicativa de cepas MDR sugiere la importancia
de evaluar y regular el uso de antimicrobianos en animales para
prevenir la propagación de la resistencia. Se destaca la importancia
de la continuidad en los estudios epidemiológicos para comprender
la dinámica de la colonización por BLEE en perros y su posible
implicación en la transmisión de resistencia antimicrobiana entre
animales y humanos.
CONCLUSIONES
Este estudio destaca una frecuencia porcentual de 34,2 % (39/114)
de E. coli productora de BLEE en perros con resistencia signicativa
a betalactámicos, uoroquinolonas y tetraciclinas. Estos hallazgos
subrayan la importancia de la vigilancia continua y la implementación
de estrategias de manejo para mitigar la propagación de la resistencia.
Rol de los autores
NARD: Análisis formal, investigación, metodología, redacción, así
como revisión y edición del manuscrito.
RESP, BJLD, JALF, JEPR, AEGL, RRAP, RGSP: Contribuyeron en
el análisis formal, investigación, redacción, y en la revisión y edición
del manuscrito.
Los autores arman que no infringieron ni omitieron normas éticas
o legales en esta investigación.
AGRADECIMIENTO
Queremos expresar nuestro agradecimiento al personal de la
Dirección de Investigación, Desarrollo e Innovación de la Universidad
Técnica de Machala, al Laboratorio de Microbiología y la Clínica Docente
de especialidades veterinarias de la Facultad de Ciencias Agropecuarias
– UTMACH por su valioso apoyo en la ejecución de esta investigación.
Conicto de interés
Los autores declaran no presentar conicto de intereses.
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